Skróty: ELISA – test immunoenzymatyczny, PCR – reakcja łańcuchowej polimerazy
Krztusiec jest bardzo zaraźliwą chorobą układu
oddechowego o ostrym przebiegu, wywoływaną
przez pałeczkę krztuśca –
Bordetella pertussis.
Bakterię tę po raz pierwszy wyizolowali Bordet i Gangou w 1900 roku. W przebiegu tej choroby
obserwuje się ostry napadowy kaszel z głośnym
wdechem, któremu mogą towarzyszyć wymioty.
[1]
Rozpoznanie ustala się na podstawie obrazu
klinicznego, zwłaszcza gdy wywiad wskazuje
na kontakt z chorym na krztusiec, oraz badań
laboratoryjnych: hodowli, badań serologicznych
(testu immunoenzymatycznego [ELISA], odczynu
hemaglutynacji biernej), testu immunofluorescencji
bezpośredniej oraz reakcji łańcuchowej polimerazy
(PCR).
[2,3]
Etiologia i patogeneza
B. pertussis jest Gram-ujemną pałeczką tlenową.
Nie posiada zdolności poruszania się, na podłożu
hodowlanym wzrasta powoli i wymaga specjalnych
czynników odżywczych. Jest chorobotwórcza tylko
dla człowieka. Do zakażenia dochodzi na drodze
kropelkowej.
B. pertussis produkuje toksyny i inne
substancje biologicznie aktywne, które warunkują
jej zjadliwość.
[3-6] Czynniki te, a także zmienność
fazowa i antygenowa, prawdopodobnie chronią
bakterię przed mechanizmami obronnymi gospodarza,
ułatwiają szerzenie się zakażenia w populacji
oraz pozwalają przetrwać trudne warunki
środowiskowe.
[4,7]
Toksyna krztuścowa jest najważniejszym
czynnikiem warunkującym zjadliwość bakterii.
Hamuje napływ limfocytów do ognisk zapalnych
oraz odgrywa rolę w adhezji całej komórki bakteryjnej
do komórek układu oddechowego gospodarza.
Powoduje leukocytozę z limfocytozą, hiperinsulinemię i prawdopodobnie jest odpowiedzialna
za rozwój encefalopatii w przebiegu krztuśca. Inne
toksyny (tchawicza, lipopolisacharydowa, dermonekrotyczna,
cyklaza adenylowa) uszkadzają
miejscowe mechanizmy obronne i powodują niszczenie
komórek układu oddechowego. Pozostałe
czynniki: hemaglutynina włókienkowa, pertaktyna
oraz rzęski, wpływają na zdolność adhezji
bakterii do komórek nabłonkowych układu oddechowego.
[3-5]
Epidemiologia
Krztusiec występuje wyłącznie u ludzi. Do zakażenia
dochodzi drogą kropelkową w wyniku bezpośredniego
kontaktu z chorym. Ryzyko zarażenia
nieuodpornionej osoby jest bardzo duże.
Zakażenie nawet jednej osoby powoduje nagłe
powstanie ognisk zakażeń w szkołach, przedszkolach,
jednostkach wojskowych czy domach opieki.
[8]
Do zakażenia dochodzi prawie u 80% osób mających
bezpośredni kontakt z chorym, przy czym w ponad połowie przypadków przebiega ono skrycie. W ostatnich latach wykazano, że głównym
źródłem zakażenia niemowląt i małych dzieci są chorzy rodzice i najbliższa rodzina, co wskazuje
na konieczność dodatkowego szczepienia przypominającego
tej grupy osób.
[9]
Przebycie choroby i zaszczepienie nie dają trwałej
odporności. Badania dowodzą, że odporność
utrzymuje się przez około 5–10 lat po szczepieniu
[10] i 7–20 lat po przebyciu naturalnego zakażenia.
[11]
Krzusiec występuje na całym świecie.
Powszechne szczepienia początkowo drastycznie
zmniejszyły liczbę zachorowań na krzusiec, ale w końcu lat 90. ubiegłego wieku stwierdzono stopniowe
zwiększanie się zapadalności. Przyczyny
tego zjawiska nie są jasne – bierze się pod uwagę
suboptymalną skuteczność szczepień, redukcję
liczby osób zakażonych w populacji (a przez
to zmniejszenie częstości naturalnego kontaktu z antygenami bakterii i stymulacji komórek
pamięci immunologicznej), zmiany struktury
antygenowej szczepów bakterii.
[12]
W Polsce zapadalność na krztusiec w latach
1950–1960 wynosiła rocznie 100–200/100 000,
natomiast w latach 1981–1990 mniej niż 1/100 000.
Jednak począwszy od 1998 roku, zaobserwowano
wyraźne zwiększenie zapadalności do 6/100 000
(ryc.). Mimo to
liczba zgonów z powodu krztuśca zmniejszyła się z 1000 w latach 50. do pojedynczych przypadków
rejestrowanych w latach 80. XX wieku. Ostatni
zgon z powodu krztuśca odnotowano w Polsce w 1991 roku.
[13] Ciężki, typowy przebieg krztuśca
dotyczy dzieci do ukończenia 1. roku życia. Zachorowania u starszych dzieci często wynikają z nieprawidłowego
szczepienia (odraczanie lub niepełny
schemat szczepień). Znaczny odsetek osób chorujących
na krztusiec stanowią osoby po 20. roku życia,
aczkolwiek publikowana zachorowalność jest najpewniej
zaniżona, gdyż wyniki badań obejmujących
chorych z przewlekłym napadowym kaszlem
wykazują dużą częstość tego zakażenia.
[14]
Obraz kliniczny
Objawy kliniczne są bardzo zróżnicowane, często
niecharakterystyczne. Zależą od wieku chorego,
indywidualnej odporności oraz czasu, jaki upłynął
od szczepienia lub przebytego zakażenia. Okres
wylęgania choroby wynosi 7–20 dni. Zakaźność
jest największa w pierwszych 3 tygodniach choroby. U małych dzieci i osób nieszczepionych
choroba przebiega w klasycznych trzech fazach,
trwając 6–12 tygodni (tab. 1).
Ryc. Zapadalność na krztusiec w Polsce w latach 1991–2009 (na podstawie meldunków epidemiologicznych Zakładu Epidemiologii Narodowego Instytutu Zdrowia Publicznego Państwowego Zakładu Higieny w Warszawie13)
W badaniach laboratoryjnych charakterystyczna dla dwóch pierwszych faz jest leukocytoza z bezwzględną limfocytozą.
[15]
U młodzieży i dorosłych choroba najczęściej
przebiega łagodnie:
1) z przewlekłym, męczącym kaszlem utrzymującym
się 36–48 dni, bez innych typowych
objawów – sporadycznie obserwuje się ataki
kaszlu kończące się głośnym wdechem lub
wymiotami
2) kaszlowi zwykle towarzyszą: nadmierna potliwość,
zaczerwienienie twarzy, spłycenie oddechu,
omdlenia
3) do częstych objawów współistniejących, jednak
mało swoistych, należą: gorączka, mrowienie i drętwienie w tylnej części gardła, zaburzenia
snu, ból mięśni, ból głowy, kichanie oraz ogólne
osłabienie.
[16]
W badaniach przeprowadzonych wśród 257
pacjentów ze 121 rodzin z potwierdzonym zakażeniem
pałeczką krztuśca, 79 (30,7%) stanowiły
osoby dorosłe. Dominującym objawem w tej grupie
był kaszel (trwający śr. 54 dni), który występował u 91% badanych. U 62 osób (80%) kaszel utrzymywał
się dłużej niż 3 tygodnie, a jego napadowy charakter
zaobserwowano u 63%, następujące po nim
dławienie się i/lub wymioty u 53%, a "zanoszenie
się" u 8% badanych. Zaburzenia snu związane z kaszlem zgłaszało 52% chorych. Dodatkowo u 14% chorych zaobserwowano napady pocenia
się, u 37% objawy ze strony gardła, u 30% objawy
grypopodobne, u 22% napady kichania, u 18%
chrypkę, u 16% ból okolicy zatok, a u 14% ból
głowy.
[17,18]
Ryzyko wystąpienia powikłań zależy od wieku
chorego i chorób współistniejących. Największe
zagrożenie dotyczy niemowląt. Powikłania występują u 23–28% dorosłych
(40% po 60. rż.), z których najczęstsze to: zapalenie
płuc (10%), zapalenie oskrzeli lub zapalenie ucha
środkowego. Może dojść do zmniejszenia masy
ciała, powstania przepukliny, żylaków przełyku,
odmy opłucnowej, krwawienia z nosa lub do spojówek, a także nietrzymania moczu (4–34%, szczególnie u kobiet po 50. rż.).
[19-22]
Diagnostyka laboratoryjna i rozpoznawanie
Diagnostyka laboratoryjna krztuśca jest trudna.
Najbardziej dostępne są metody serologiczne
wykrywające swoiste przeciwciała w surowicy,
natomiast "złotym" standardem jest identyfikacja
bakterii na podstawie hodowli, wykrycia DNA
metodą PCR i reakcji immunofluorescencji bezpośredniej z użyciem znakowanych przeciwciał
przeciwko
B. pertussis.
[23]
Warto podkreślić, że stwierdzenie typowego
przebiegu choroby u pacjenta, który miał kontakt z chorym na krztusiec potwierdzony laboratoryjnie,
jest równoznaczne z pewnym rozpoznaniem
(kryterium epidemiologiczne) i nie wymaga
potwierdzenia laboratoryjnego.
W odczynie hemaglutynacji biernej
wykrywa się przeciwciała skierowane przeciwko
antygenowi krztuścowemu (toksynie lipopolisacharydowej).
Podstawą rozpoznania jest stwierdzenie
4-krotnego zwiększenia miana (stężenia)
przeciwciał w 2 próbkach pobranych w odstępie
co najmniej 2 tygodni.
[24]
Diagnostyka na podstawie wykrycia przeciwciał
klas IgG, IgM i IgA przeciwko toksynie
krztuścowej lub hemaglutyninie włókienkowej w surowicy jest utrudniona.
[20] Rozpoznanie
opiera się na stwierdzeniu zwiększonego miana
(stężenia) swoistych przeciwciał klasy IgA w pojedynczej
próbce (po zakażeniu przeciwciała utrzymują
się we krwi do kilku miesięcy). W przypadku
przeciwciał klasy IgG konieczne jest wykazanie
zwiększenia miana w 2 próbkach pobranych w odstępie co najmniej 2 tygodni. Dodatni wynik
badania przeciwciał w klasie IgM może wskazywać
na zachorowanie lub świadczyć tylko o kontakcie z bakterią albo być efektem niedawnego
szczepienia (tab. 2).
[25,26]
Diagnostyka laboratoryjna wiąże się z wieloma
problemami wynikającymi z opóźnienia lub błędów
podczas pobierania materiału, niewłaściwego
transportu próbek, małego doświadczenia laboratorium w tego typu badaniach oraz względów
ekonomicznych.
[25]
Standardową metodą diagnostyczną jest
hodowla bakterii. Wymaz należy pobrać z części nosowej gardła poprzez wprowadzenie
do nozdrzy wymazówki zakończonej alginianem
wapnia i pozostawieniu jej na kilka sekund w celu nawilżenia. Materiału do badań nie wolno
natomiast pobierać za pomocą wymazówek wełnianych
lub ze sztucznego jedwabiu, ponieważ
są one toksyczne dla
B. pertussis (wynik będzie
więc fałszywie ujemny).
[21] Materiał diagnostyczny
należy niezwłocznie umieścić na podłożu
transportowym (np. Regan-Lowe – podłoże z węgla drzewnego z dodatkiem 10% krwi końskiej i 40 mg/l cefalosporyny) lub bezpośrednio
na świeżym podłożu Bordeta i Gengou
[5] (krew
zwierzęca, glicerol, wyciąg z ziemniaków, chlorek
sodu). Izolacja, hodowla i identyfikacja bakterii
trwa 7–12 dni.
[19,25,26] Tak długi czas oczekiwania
na wynik niestety zmniejsza kliniczną przydatność
hodowli.
Szanse diagnostyczne zwiększa natomiast
wykrywanie DNA bakterii w materiale pobranym z części nosowej gardła (wymaz) za pomocą metody PCR. Próbki należy pobrać wymazówką
wykonaną z dakronu bądź sztucznego jedwabiu,
ponieważ alginian wapnia oraz drewno hamują
polimerazę używaną w metodzie PCR. Do inaktywacji
inhibitorów używa się ditiotreitolu.
[30] Metoda
PCR niestety często daje wyniki fałszywie dodatnie.
Związane jest to z małą swoistością w porównaniu z hodowlą. Aby zmniejszyć liczbę fałszywie
dodatnich rozpoznań, w Stanach Zjednoczonych
nie zaleca się zgłaszania zachorowań w przypadku
dodatniego wyniku PCR, jeżeli kaszel utrzymywał
się krócej niż 14 dni. Po 7 dniach leczenia skutecznym
antybiotykiem u 56% pacjentów nadal uzyskiwano
dodatni wynik PCR, podczas gdy wynik
hodowli był ujemny.
[5]
W badaniu obejmującym 3096 chorych (496
zakażonych
B. pertussis) czułość hodowli w rozpoznawaniu
krztuśca wynosiła 58%, a PCR – 97%.
Swoistość hodowli, która jest "złotym" standardem,
ocenia się na 100%, podczas gdy PCR na 93%.
Wykazano, że przydatność poszczególnych
metod diagnostycznych ma związek z wiekiem
pacjenta. U dzieci w wieku od 6 miesięcy
do 3 lat większą wartość miała PCR.
[31] Ponieważ
czułość PCR zmniejsza się wraz z czasem trwania
kaszlu, badanie to należy wykonać do 4. tygodnia
choroby. Materiał do hodowli należy natomiast
pobrać w pierwszych 2 tygodniach trwania choroby.
Badania wykonane po długim czasie trwania
choroby charakteryzują się małą wartością
diagnostyczną (tab. 3).
[19,26]
Ostateczne rozpoznanie krztuśca ustala się
na podstawie wywiadu, obrazu i przebiegu klinicznego
oraz wyników badań laboratoryjnych.
Pomocne mogą być kryteria rozpoznania zalecane
przez amerykańskie Centers for Disease Control
and Prevention (tab. 4).
Rozpoznanie różnicowe
Ze względu na nieswoiste objawy kliniczne krztuśca w rozpoznaniu różnicowym należy uwzględniać
wszystkie czynniki etiologiczne odpowiedzialne
za zakażenia górnych dróg oddechowych. Przede
wszystkim należy jednak brać pod uwagę zakażenia
innymi gatunkami Bordetella, zwłaszcza
B. parapertussis, która zwykle powoduje łagodniejszy przebieg choroby. Czynnikami chorobotwórczymi
wywołującymi zakażenia układu oddechowego o podobnym obrazie klinicznym (dominuje
przewlekły kaszel) są również: adenowirusy, wirusy
RS (
respiratory syncytial virus – RSV), wirusy
grypy,
Mycoplasma pneumoniae i Chlamydophila
pneumoniae.
[19]
Piśmiennictwo
1. Ward J.I., Cherry J.D., Chang S.J. i wsp.; APERT Study Group: Efficacy of an acellular pertussis
vaccine among adolescents and adults. N. Engl. J. Med., 2005; 353:1555–1563
2. Cherry J.D., Grimprel E., Guiso N. i wsp.: Defining pertussis epidemiology clinical, microbiologic
and serologic perspectives. Pediatr. Infect. Dis. J., 2005; 24: S25–S34
3. Mattoo S., Cherry JD.: Molecular pathogenesis, epidemiology, and clinical manifestations
of respiratory infections due to Bordetella pertussis and other Bordetella subspecies.
Clin. Microbiol. Rev., 2005; 8: 326–382
4. Mooi F.R., van Loo I.H.M., van Gent M. i wsp.: Bordetella pertusis Strain with Increased
Toxin Production Associated with Pertussis Resurgence. Emerg. Infect. Dis., 2009; 15
(8): 1206–1212
5. Hewlett E.L.: Bordetella species. W: Principles and practice of infectious diseases. 6th
ed. Oxford, United Kingdom, Churchill Livingstone, 2004: 2701–2708
6. Centers for Disease Control and Prevention: Epidemiology and prevention of vaccine-preventable
disease: the pink book. 7th ed. Atlanta, 2003: 58–69
7. Bassinet L., Gueirard P., Maitre J. i wsp.: Role of adhesions and toxins in invasion of
human tracheal epithelial cells by Bordetella pertussis. Infect. Immun., 2000; 68 (4):
1934–1941
8. Christopher F.L., Hepburn M.J., Frolichstein R.A.: Pertussis in a military and military
beneficiary population: case series and review of the literature. Mil. Med., 2002; 167
(3): 215–218
9. Wendelboe A.M., Njamkepo E ., Bourillon A. i wsp.: Transmission of Bordetella pertussis
to young infants. Pediatr. Infect. Dis. J., 2007; 26 (4): 283–289
10. Hellenbrand W., Beier D., Jensen E. i wsp.: The epidemiology of pertussis in Germany:
past and prezent. BMC Infect. Dis., 2009; 9: 22–31
11. Wendelboe A.M., Van R.A., Salmaso S., Englund J.A.: Duration of immunity against pertussis
after natural infection or vaccination. Pediatr. Infect. Dis. J., 2005; 24: 58–61
12. Galanis E ., King A.S., Varughese P., Halperin U.: Changing epidemiology and emerging
risk groups for pertussis. CMAJ, 2006; 174: 451–452
13. Meldunki epidemiologiczne Narodowego Instytutu Zdrowia Publicznego Państwowego
Zakładu Higieny, Warszawa, 2009
14. Gilberg S., Njamkepo E., Du Chatelt I.P. i wsp.: Evidence of Bordetella pertussis infections
in adults presenting with persistent cough in a french area with very high whole-cell
vaccine coverage. J. Infect. Dis., 2002; 186: 415–418
15. Prokopowicz D.: Zakażenia. Obraz kliniczny, rozpoznanie, leczenie. Białystok, Wyd.
Ekonomia i Środowisko, 2004: 147–148
16. E dwards K., Freeman D.M.: Adolescent and adult pertussis: disease burden and prevention.
Curr. Opin. Pediatr., 2006; 18: 77–80
17. Rothstein E ., Edwards K.: Health burden of pertussis in adolescents and adults. Pediatr.
Infect. Dis. J., 2005; 24: 44–47
18. Postels-Multani S., Schmitt H.J., Wirsing von König C.H. i wsp.: Symptoms and complications
of pertussis in adults. Infection, 1995; 23 (3): 139–142
19. Riffelmann M., Littmann M., Hellenbrand W. i wsp.: Pertussis: not only a disease of
childhood. Dtsch. Arztebl. Int., 2008; 105 (37): 623–628
20. Greenberg D.P., von König C .H., Heininger U.: Health burden of pertussis in infants and
children. Pediatr. Infect. Dis. J., 2005; 24: 39–43
21. De Serres G., Shadmani R., Duval B. i wsp.: Morbidity of pertussis in adolescents and
adults. J. Infect. Dis., 2000; 182: 174–179
22. C rowcroft N.S., Booy R., Harrison T. i wsp.: Severe and unrecognized: pertussis in the UK.
Arch. Dis. Child., 2003; 88: 802–809
23. Hewlett E .L.: Bordetella species. W: Mandell G.L., Bennett J.E., Dolin R., red.: Principles
and practice of infectious diseases. 6th ed. Oxford, 2004: 2701–2708
24. Jóźwiak H., Wysocki J.: Krztusiec – nadal aktualny problem. Przew. Lek., 2006; 6:
72–76
25. Raguckas S.E., Van denBussche H.L., Jacobs C. i wsp.: Pertussis resurgence: diagnosis,
treatment, prevention, and beyond. Pharmacotherapy, 2007; 27 (1): 41–52
26. Riffelmann M., Caro V., Guiso N. i wsp.: Consensus Group: Nucleic acid amplification
tests for diagnosis of Bordetella infections. J. Clin. Microbiol., 2005; 43: 4925–4929
27. Wendelboe A.M., Van Rie A.: Diagnosis of pertussis: a historical review and recent
developments. Expert Rev. Mol. Diagn., 2006; 6: 857–864
28. Gregory D.S.: Pertussis: a disease affecting all ages. Am. Fam. Physician, 2006; 74:
420–426
29. Loeffelholz M.J., Thompson C.J., Long K.S. i wsp.: Comparison of PCR, culture, and direct
fluorescent-antibody testing for detection of Bordetella pertussis. J. C lin. Microbiol.,
1999; 37: 2872–2876
30. Mattoo S., Cherry J.D.: Molecular pathogenesis, epidemiology, and clinical manifestations
of respiratory infections due to Bordetella pertussis and other Bordetella subspecies.
Clin. Microbiol. Rev., 2005; 18: 326–382
31. Dragsted D.M., Dohn B., Madsen J., Jensen J.S.: Comparison of culture and PCR for
detection of Bordetella pertussis and Bordetella parapertussis under routine laboratory
conditions. J. Med. Microbiol., 2004; 53: 749–754
32. Guidelines for the control of pertussis outbreaks. Centers for Disease Control and
Prevention, 2006 (www.cdc.gov/nip/publications/pertussis/guide.htm)