Czy w razie stwierdzenia w posiewie z gardła wzrostu gronkowca złocistego opornego na metycylinę należy przeprowadzić jego eradykację?

Gronkowiec złocisty występuje na skórze ludzi na tyle często, że uważa się go za składnik jej flory. Może także kolonizować nozdrza, gardło i odbyt. Częstość nosicielstwa zależy od wieku i badanej populacji (0,8–60%).

Ze względu na skłonność do nosicielstwa (wzoru nosicielstwa) ludzi można podzielić na 3 grupy:

• osoby stale skolonizowane

• osoby przejściowo, okresowo kolonizowane

• osoby nigdy niekolonizowane.

Wskazania do eradykacji zależą od sytuacji klinicznej. Jeżeli nosicielem gronkowca jest osoba, która ma regularny kontakt z noworodkami lub pacjentami w immunosupresji, albo cierpi na nawracające zakażenia gronkowcowe, to zgodnie z niektórymi wytycznymi można podjąć próbę dekolonizacji. Nie ma jednak pewności, czy takie postępowanie jest słuszne i rzeczywiście zmniejsza ryzyko zakażeń gronkowcowych. Jeżeli natomiast nosicielstwo dotyczy ogólnie zdrowych ludzi, dekolonizacja jest nieuzasadniona.

U osób, które są przejściowymi nosicielami gronkowca złocistego, po pewnym czasie powinno w naturalny sposób dojść do wyparcia go przez prawidłowy mikrobiom gardła.

Dotychczasowe doniesienia wskazują, że w dekolonizacji gronkowca złocistego najskuteczniejsza jest skojarzona strategia obejmująca:

• edukację w zakresie higieny (przykrywanie sączących ran opatrunkiem, mycie rąk, regularne kąpiele, unikanie używania wspólnych przedmiotów higieny osobistej, np. ręczników)

• stosowanie mupirocyny do nosa (1–2 razy/24 h)

• płukanie gardła chlorheksydyną lub oktanidyną (3 razy/24 h)

• kąpiel z myciem mydłem z chlorheksydyną (raz/24 h) przez 5 dni.

Czasami w eradykacji stosuje się antybiotyki, których wybór obejmujący kotrimoksazol, ryfampicynę, wankomycynę lub kwas fusydowy przez 5 dni, zależy od skolonizowanego miejsca (drogi moczowe, przewód pokarmowy).

Niestety z dostępnych danych wynika, że eradykacja może być przejściowa i prawdopodobnie nie zmniejsza ryzyka rozwoju zakażeń wywołanych przez gronkowce.

Ze względu na aktualne regulacje obowiązujące w Unii Europejskiej wycofano z użytku autoszczepionki. Nie udowodniono również skuteczności probiotyków w tym wskazaniu.

Piśmiennictwo

1. Smith Ch.H., Goldman R.D.: Staphylococcus aureus decolonization for recurrent skin and soft tissue infections in children. Can. Fam. Physician, 2012; 58 (12): 1350–1352
2. Pires F.V., da Cunha Mde L., Abraao L.M. i wsp.: Nasal carriage of Staphylococcus aureus in Botucatu, Brazil: a population-based survey. PLoS One, 2014; 9 (3): e92537
3. Neyra J., Ellis M., Rocha C. i wsp.: Prevalence of nasal colonization with Staphylococcus aureus in 4 cities in Peru. Trop. Dis. Travel Med. Vaccines, 2016; 2: 12
4. Ellis M.W., Hospenthal D.R., Dooley D.P. i wsp.: Natural history of community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus colonization and infection in soldiers. Clin. Infect. Dis., 2004; 39 (7): 971–979
5. Laupland K.B., Conly J.M.: Treatment of Staphylococcus aureus colonization and prophylaxis for infection with topical intranasal mupirocin: an evidence-based review. Clin. Infect. Dis., 2003; 37 (7): 933–938
6. Liu C., Bayer A., Cosgrove S.E. i wsp.: Clinical practice guidelines by the Infectious Diseases Society of America for the treatment of methicillin-resistant Staphylococcus aureus infections in adults and children. Clin. Infect. Dis., 2011; 52 (3): e18–e55
7. Kaplan S.L., Forbes A., Hammerman W.A. i wsp.: Randomized trial of “bleach baths” plus routine hygienic measures vs. routine hygienic measures alone for prevention of recurrent infections. Clin. Infect. Dis., 2014; 58 (5): 679–682
8. Nilsson P., Ripa T.: Staphylococcus aureus throat colonization is more frequent than colonization in the anterior nares. J. Clin. Microbiol., 2006; 44; (9): 3334–3339
9. Kluytmans J., van Belkum A., Verbrugh H.: Nasal carriage of Staphylococcus aureus: epidemiology, underlying mechanisms, and associated risks. Clin. Microbiol. Rev., 1997; 10 (3): 505–520
10. Wertheim H.F., Vos M.C., Ott A. i wsp.: Risk and outcome of nosocomial Staphylococcus aureus bacteraemia in nasal carriers versus non-carriers. Lancet, 2004; 364 (9435): 703–705
11. Bode L.G., Kluytmans J.A., Wertheim H.F. i wsp.: Preventing surgical-site infections in nasal carriers of Staphylococcus aureus. N. Engl. J. Med., 2010; 362 (1): 9–17
12. Ammerlaan H.S., Kluytmans J.A., Berkhout H. i wsp.: Eradication of carriage with methicillin-resistant Staphylococcus aureus: determinants of treatment failure. J. Antimicrob. Chemother., 2011; 66 (10): 2418–2424
13. Nouwen J., Schouten J., Schneebergen P. i wsp.: Staphylococcus aureus carriage patterns and the risk of infections associated with continuous peritoneal dialysis. J. Clin. Microbiol., 2006; 44 (6): 2233–2236
14. Buehlmann M., Frei R., Fenner L. i wsp.: Highly effective regimen for decolonization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus carriers. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., 2008; 29 (6): 510–516