Jak prawidłowo przeprowadzić diagnostykę ambulatoryjną w kierunku inwazji pasożytniczych?

Domyślam się, że autorowi pytania chodzi o najczęstsze zarażenia pasożytnicze, głównie jelitowe. Podstawowe znaczenie ma uzasadnione podejrzenie kliniczne, pozwalające dobrać najlepszą technikę diagnostyczną. Przykładem niech będą pasożyty występujące we krwi. W przypadku podejrzenia malarii pora pobrania krwi do badań nie ma wielkiego znaczenia, ale przy podejrzeniu filariozy ma ona zasadnicze znaczenie, pasożyty bowiem pojawiają się we krwi okresowo albo w dzień (laojoza), albo w środku nocy (wuchererioza Bancrofta, brugioza) i porę pobrania krwi należy dopasować do podejrzewanego rodzaju filarii.

Najczęstsze pasożyty jelitowe występujące w Polsce to: owsiki, lamblie (lamblioza, giardioza), glisty i tasiemce – nieuzbrojony i uzbrojony. Dość często spotyka się także ektopasożyta, świerzbowca ludzkiego oraz rzęsistki pochwowe. Z kolei najgroźniejsze są pasożyty tkankowe: włosień kręty, Toxoplasma gondii i tasiemiec bąblowcowy. Do rzadziej występujących pasożytów należą: włosogłówka, motylica wątrobowa i inne przywry oraz pełzak czerwonki.

Wymienione pasożyty mają odmienną biologię, spróbuję jednak podać uniwersalne reguły dotyczące ich diagnostyki. Po pierwsze, diagnostyka opiera się na metodach bezpośrednich – wykryciu pasożyta lub jego jaj pod mikroskopem – oraz rzadziej na metodach pośrednich (np. lamblie zwykle wykrywa się metodą immunofluorescencji bezpośredniej – DFA), zatem materiał do badania powinien być świeży lub właściwie konserwowany. Kał powinien być pobrany do suchego i czystego pojemnika. Pobiera się grudkę kału wielkości orzecha lub 1–2 ml płynnego stolca. Najlepiej, jeśli badanie zostanie przeprowadzone jak najszybciej po pobraniu próbki. Jeśli jest to niemożliwe, pobrany materiał należy przechowywać w temperaturze 2–8°C, ale nie dłużej niż 24 godziny. Warto uzgodnić z laboratorium sposób i dogodną porę dostarczenia materiału, jak też poinformować laborantów o podejrzeniu klinicznym.

Po drugie, trzeba spróbować określić podejrzewaną infestację i do niej dobrać podejście diagnostyczne. Jeżeli w grę wchodzi kilka możliwych pasożytów, należy uszeregować je zgodnie z prawdopodobieństwem występowania, kierując się objawami, wiekiem pacjenta, wywiadem dotyczącym narażenia (np. dziecko przedszkolne, wyjazdy w tropiki) i lokalną sytuacją epidemiologiczną, oraz rozpocząć diagnostykę od najbardziej prawdopodobnego pasożyta, kolejno przechodząc do dalszych na liście podejrzeń.

Po trzecie, kilkakrotne powtarzanie badania (np. 3 razy w odstępach kilku dni) zwiększa czułość prowadzonej diagnostyki. Po uzyskaniu pierwszego lub drugiego wyniku dodatniego zaprzestajemy, rzecz jasna, dalszej diagnostyki.

W praktyce owsicę można stwierdzić na podstawie wywiadu (rodzice zgłaszają, że dziecko niespokojnie śpi i drapie się w okolicy odbytu, mogą też zobaczyć dorosłe owsiki) oraz potwierdzić za pomocą wymazu z okolicy odbytu przy użyciu taśmy celofanowej. Wymaz należy wykonywać rano, po wstaniu z łóżka, przy użyciu taśmy samoprzylepnej, którą przykleja się do skóry wokół odbytu, a następnie nakleja bezpośrednio na szkiełko podstawowe (lub przesyła do laboratorium). Wymaz zwykle powtarza się co drugi dzień, przy czym badanie w laboratorium można wykonać później. Badanie mikroskopowe kału zwykle nie pozwala uwidocznić jaj owsika.

W przypadku zarażeń tasiemcami u większości pacjentów, przynajmniej dorosłych, nie stwierdza się żadnych objawów. Sporadycznie pacjenci zauważają w stolcu człony tasiemców (Taenia solium), które mogą się poruszać (T. saginata), lub wyczuwają ruchy tych członów w okolicy odbytu. Tasiemczycy niekiedy towarzyszą objawy, takie jak nudności, brak apetytu lub ból w nadbrzuszu, rzadziej drażliwość, ból i zawroty głowy oraz pokrzywka. U zdecydowanej mniejszości pacjentów (do 15%) można zaobserwować eozynofilię we krwi obwodowej.

Podobnie jest w glistnicy. Większość zarażonych jest bezobjawowa. Objawy kliniczne występują u osób z masywnymi inwazjami, które jednak obserwuje się rzadko. Objawy są najsilniejsze w czasie migracji larw przez płuca. Występujące czasami objawy w fazie jelitowej są bardzo niecharakterystyczne, np. dyskomfort brzuszny, brak apetytu, nudności i biegunki.

Jeżeli można podejrzewać lamblie, glistnicę lub tasiemczycę, materiał do badań stanowi świeży stolec. Lamblie i inne pierwotniaki są szczególnie wrażliwe na przechowywanie i należy je szybko dostarczyć do laboratorium. Jedna z metod diagnostycznych polega na przygotowaniu bezpośredniego preparatu mikroskopowego – poszukuje się trofozoitów i cyst pierwotniaków jelitowych lub zakłada się w laboratorium hodowle – dlatego próbki muszą być przesłane natychmiast po pobraniu (w ciągu 15 min), bez schłodzenia, szczególnie jeśli podejrzewa się zarażenie pasożytami wrażliwymi na zmianę temperatury (pełzak czerwonki, Entamoeba histolytica, Giardia lamblia, rzęsistek – Trichomonas vaginalis – materiał z dróg rodnych). W razie podejrzenia pełzakowicy lub lambliazy należy zbadać do 6 próbek kału pobranych przez kolejne dni (aby uniknąć konieczności codziennego transportu do laboratorium; na czas przechowywania próbki zabezpiecza się w odpowiednim utrwalaczu – o szczegóły trzeba zapytać w laboratorium). W drugiej metodzie diagnostycznej wykorzystuje się odczyny np. immunofluorescencji bezpośredniej, które wykrywają antygeny pierwotniaka (np. lamblii – patrz załączone piśmiennictwo). Zlecając to badanie, trzeba pamiętać, że niewłaściwe przygotowanie materiału może stać się przyczyną fałszywych wyników (zarówno fałszywie ujemnych, jak i fałszywie dodatnich).

Świerzb rozpoznaje się zwykle klinicznie, na podstawie występowania silnie swędzących zmian skórnych zlokalizowanych zwykle w okolicy palców, nadgarstków, sutków, narządów płciowych, ponadto na brzuchu i pośladkach. Rozpoznanie potwierdza się na podstawie badania mikroskopowego wyskrobin naskórka, które zwykle wykonują dermatolodzy. (2015)

Piśmiennictwo

1. Diagnostyka zarażeń pasożytniczych
2. Zarażenia pasożytami
3. Kłudkowska M., Frąckowiak K.: Diagnostyka laboratoryjna rodzimych i tropikalnych zarażeń pasożytniczych człowieka. Diagnosta Laboratoryjny, 2012; 3 (28) www.kidl.org.pl/uploads/patrycja%20siwiec/DL/diagnosta_3(28).pdf
4. Johnston S.P., Ballard M.M., Beach M.J., Causer L., Wilkins P.P.: Evaluation of three commercial assays for detection of Giardia and Cryptosporidium organisms in fecal specimens. J. Clin. Microbiol., 2003; 41 (2): 623–626
5. CDC Laboratory diagnosis of Giardiasis www.cdc.gov/dpdx/resources/pdf/benchAids/Giardia_benchaid.pdf