Szanowni Państwo,

Medycyna Praktyczna wykorzystuje w swoich serwisach pliki cookies i inne pokrewne technologie. Używamy cookies w celu dostosowania naszych serwisów do Państwa potrzeb oraz do celów analitycznych i marketingowych. Korzystamy z cookies własnych oraz innych podmiotów – naszych partnerów biznesowych.

Ustawienia dotyczące cookies mogą Państwo zmienić samodzielnie, modyfikując ustawienia przeglądarki internetowej. Informacje dotyczące zmiany ustawień oraz szczegóły dotyczące wykorzystania wspomnianych technologii zawarte są w naszej Polityce Prywatności.

Korzystając z naszych serwisów bez zmiany ustawień przeglądarki internetowej wyrażacie Państwo zgodę na stosowanie plików cookies i podobnych technologii, opisanych w Polityce Prywatności.

Państwa zgoda jest dobrowolna, jednak jej brak może wpłynąć na komfort korzystania z naszych serwisów. Udzieloną zgodę mogą Państwo wycofać w każdej chwili, co jednak pozostanie bez wpływu na zgodność z prawem przetwarzania dokonanego wcześniej na podstawie tej zgody.

Klikając przycisk Potwierdzam, wyrażacie Państwo zgodę na stosowanie wyżej wymienionych technologii oraz potwierdzacie, że ustawienia przeglądarki są zgodne z Państwa preferencjami.

Blaski i cienie diagnostyki serologicznej chorób zakaźnych. Cz. 4: odra

01.07.2019
prof. dr hab. n. med. Leszek Szenborn
Klinika Pediatrii i Chorób Infekcyjnych Uniwersytetu Medycznego we Wrocławiu

Wprowadzenie

Odra jest jedną z najbardziej charakterystycznych klinicznie chorób zakaźnych. Jej rozpoznanie jest szczególnie łatwe u pacjentów wcześniej nieszczepionych oraz z tzw. łańcucha epidemicznego (którzy mieli kontakt z innym chorym na odrę). Z uwagi na to, że Polska uczestniczy w Światowym Programie Eliminacji Odry Światowej Organizacji Zdrowia (WHO), w odróżnieniu od ospy wietrznej (p. Med. Prakt. Szczepienia 4/2018, s. 84–85 – przyp. red.) konieczne jest serologiczne potwierdzenie każdego zachorowania na tę chorobę. Potwierdzenie etiologii jest zasadniczym elementem diagnostyki różnicowej. Odropodobne osutki często obserwuje się w przebiegu reakcji na leki (najczęściej na amoksycylinę) oraz innych chorób o etiologii wirusowej (takich jak różyczka, rumień zakaźny i inne postacie zakażeń parwowirusem B19). Ze względu na zapalne zaczerwienienie spojówek, zajęcie błony śluzowej jamy ustnej, gorączkę i osutkę na pewnym etapie choroby potrzebne może być również różnicowanie z chorobą Kawasakiego.

Diagnostyka serologiczna w przypadku podejrzenia odry oraz w celu potwierdzenia niedawno przebytej choroby

Badanie przeciwciał w klasie IgM

Badanie przeciwciał w klasie IgM jest powszechnie uznaną metodą potwierdzenia zachorowania na odrę. Badanie należy wykonać z próbki surowicy pobranej od pacjenta w okresie osutkowym lub w ciągu 4–6 tygodni od jej wystąpienia. Powszechnie dostępne są testy immunoenzymatyczne (EIA, ELISA). Obecność przeciwciał IgM zależy od rodzaju kontaktu z wirusem odry. Ich stężenie powinno być dodatnie u wszystkich osób wcześniej niezaszczepionych i krótko (4–6 tyg.) po podaniu pierwszej dawki szczepionki przeciwko odrze. W przypadku zachorowania osób zaszczepionych obecność przeciwciał w klasie IgM stwierdza się rzadko, zwykle gdy od szczepienia minęło >10 lat.
U osób nieszczepionych IgM pojawiają się w ciągu 1–4 dni od wystąpienia osutki, osiągają największe stężenie w 7. dniu, a następnie zanikają w ciągu 6–8 tygodni. Czułość badania bardzo zależy od czasu utrzymywania się osutki. W pierwszym dniu jest najmniejsza i wynosi około 70%, w drugim i trzecim dniu 80%, a począwszy od czwartego dnia, przez cały czas utrzymywania się zmian na skórze sięga prawie 100%. Jeśli materiał pobrano przed upływem czwartej doby od ujawnienia się osutki i uzyskano wynik ujemny, należy powtórzyć oznaczenie. Wyniki fałszywie dodatnie uzyskuje się u około 4% chorych na różyczkę lub z zakażeniem parwowirusem B19, choć mogą być także fałszywie dodatnie u osób zakażonych wirusem Epsteina i Barr (EBV), ludzkim wirusem herpes typu 6 (HSV-6), cytomegalii (CMV) oraz z dodatnim czynnikiem reumatoidalnym (RF). Ze względu na możliwość uzyskania wyniku fałszywie dodatniego, test ten należy zlecać w prawdopodobnych przypadkach oraz w grupach zwiększonego ryzyka epidemiologicznego.
U osób wcześniej zaszczepionych z podejrzeniem odry IgM mogą być ujemne, a IgG dodatnie. Jeżeli w drugim badaniu krwi stężenie IgM mieści się w zakresie wyników ujemnych lub wątpliwych, należy się opierać na znamiennym zwiększeniu stężenia IgG lub wykryciu RNA wirusa w moczu albo innym materiale. Na podstawie oznaczenia IgM i IgG we krwi pobranej w ciągu 6–45 dni po szczepieniu nie można odróżnić zachorowania od odpowiedzi na szczepienie.

Badanie przeciwciał w klasie IgG

W odróżnieniu od badania przeciwciał w klasie IgM, przeciwciała w klasie IgG należy oznaczyć co najmniej w dwóch próbkach surowicy pobranych w odstępie 10–14 dni. U osób, które nigdy wcześniej nie miały kontaktu z wirusem odry i nie były szczepione, swoiste przeciwciała pojawiają się dopiero 7–10 dni po wystąpieniu osutki, uzyskując największe stężenie 2 tygodnie później. IgG mogą być niewykrywalne przez 3 tygodnie po szczepieniu przeciwko odrze.
Przyjmuje się, że o aktualnym zachorowaniu na odrę świadczy:

  • serokonwersja, czyli pierwszy ujemny lub wątpliwy wynik, a drugi dodatni w jakimkolwiek mianie
  • 2-krotne zwiększenie stężenia lub 4-krotne zwiększenie miana IgG w próbkach materiału pobranego w odstępie 10–30 dni.

Dodatni wynik badania przeciwciał w klasie IgG już w pierwszej próbce surowicy pobranej w ciągu pierwszego tygodnia obecności osutki wskazuje na wcześniejsze nieudokumentowane szczepienie lub – rzadziej – na wcześniejszy kontakt z dzikim wirusem.

Diagnostyka serologiczna stanu swoistej odporności przeciwko odrze

Stan odporności na odrę można interpretować wyłącznie na podstawie oceny przeciwciał w klasie IgG. W praktyce badania takie wykonuje się u osób, co do których chcemy mieć pewność, że nie zachorują i nie przeniosą dalej zakażenia (np. personel medyczny), oraz u osób, dla których kontakt z odrą ze względu na stan zdrowia stanowi zwiększone ryzyko zachorowania i powikłań (np. kobiety w ciąży). Pierwotnym wskazaniem do oznaczenia przeciwciał w klasie IgG we wszystkich przypadkach jest brak udokumentowanych szczepień, niepewność co do przebytego zakażenia naturalnego lub szczepienie wykonane bardzo dawno temu.
Odporność na odrę ma charakter komórkowy i humoralny. Nie dysponujemy żadnymi komercyjnymi ani dobrze wystandaryzowanymi metodami laboratoryjnymi do badania odporności komórkowej. Stan odporności możemy ocenić pośrednio, oznaczając miana lub stężenia przeciwciał. Najczulszą i najbardziej swoistą metodą jest wykrywanie przeciwciał neutralizujących. Obecnie najczęściej oznacza się je za pomocą testów neutralizacji PRNT (Plaque Reduction Neutralization Test), które są dostępne tylko w referencyjnych laboratoriach. Wszystkie dostępne komercyjne testy serologiczne nastawione są na wykrywanie zakażeń aktualnych lub odpowiedzi immunologicznej po niedawno wykonanym szczepieniu. Diagnostyka zakażeń u osób wcześniej zaszczepionych oraz w przypadku bardzo dużego odstępu od podania ostatniej dawki szczepionki może wymagać większej wiedzy niż zwykła interpretacja wyników.
Wyniki dodatnie (w każdym komercyjnym teście) z bardzo dużą czułością i swoistością potwierdzają odporność i pozwalają zrezygnować z dalszego działania (np. poekspozycyjnego podawania szczepionki, doszczepiania lub profilaktycznego podania immunoglobulin). W przypadku uzyskania wyniku z zakresu tzw. szarej strefy lub uznawanego przez producenta za ujemny, należy zachować ostrożność. Na podstawie międzynarodowego standardu przeciwciał przeciwwodorowych w klasie IgG (stężenie podawane jest w jednostkach międzynarodowych lub mili jednostkach) z grupy osób z wynikiem ujemnym lub wątpliwym możemy z dużym prawdopodobieństwem wyselekcjonować pacjentów odpornych. Stężenie przeciwciał neutralizujących oznaczanych metodą PRNT, który chroni przed klinicznym zakażeniem, wynosi >120 mIU/ml. Pierwotnie przyjmowano, że wyniki testów immunoenzymatycznych (EIA, ELISA) są ujemne, gdy stężenie IgG wynosi <0,15 IU/ml (150 mIU/ml), a dodatnie dla wartości >0,35 IU/ml (350 mIU/ml). Wyniki niejednoznaczne mieściły się w szerokim zakresie stężeń IgG, tj. 150–350 mIU/ml. Rozbieżności w czułości metody EIA i PRNT wykazano w badaniach oceniających odpowiedź na szczepienie. Wynikają one z używania innych antygenów w obu testach. Ponieważ u wszystkich osób, u których w metodzie EIA uzyskano wynik wątpliwy, w metodzie PRNT stwierdzano obecność ochronnego stężenia przeciwciał, przyjęto, że wyniki wątpliwe wynoszące >150 mIU/ml należy traktować jako dodatnie i ochronne. Dlatego aktualnie w diagnostyce stanu swoistej odporności przeciwko odrze za stężenie ochronne przeciwciał IgG w metodzie EIA przyjmuje się wartości ≥0,15 IU/ml (150 mIU/ml).
Nie zaleca się oznaczania stężenia przeciwciał u osób, u których udokumentowano szczepienie dwoma dawkami szczepionki przeciwko odrze. Po zaszczepieniu stężenie przeciwciał z czasem się zmniejsza i może być mniejsze niż uznawane za ochronne. U większości osób, które otrzymały dwie dawki szczepionki przeciwko odrze i u których nie stwierdza się ochronnego stężenia przeciwciał IgG w badaniach EIA oraz ELISA, ochronne stężenie przeciwciał można wykazać w teście PRNT. Wprawdzie niektóre osoby zaszczepione dwiema dawkami szczepionki z potwierdzonym ochronnym stężeniem przeciwciał także mogą zachorować na odrę, jednak zakażenie przebiega u nich łagodniej, a co więcej, wykazano, że tacy chorzy nie zarażają osób z kontaktu.

Piśmiennictwo:

1. Helfland R., Heath J., Anderson L. i wsp.: Diagnosis of measles with an IgM capture EIA: the optimal timing specimen collection after rash onset. J. Infect. Dis., 1997; 175: 195–199
2. Bellini W., Helfand R.: The challenges and strategies for laboratory diagnosis of measles in an international setting. J. Infect. Dis., 2003; 187 (supl. 1): S283–290
3. Chen R., Markowitz L., Albrecht P. i wsp.: Measles antibody: reevaluation of protective titers. J. Infect. Dis., 1990; 162: 1036–1042
4. WHO Library: The immunological basis for immunization series: module 7: measles–Update 2009
5. Tischer A., Andrews N., Katafos G. i wsp.: Standardization of measles, mumps and rubella assays to enable comparisons of seroprevalence data across 21 European countries and Australia. Epidemiol. Infect., 2007; 135: 787–797
6. Andrews N., Tischer A., Siedler A. i wsp.: Towards elimination: measles susceptibility in Australia and 17 European countries. Bull World Org., 2008; 86: 3 
7. Ratnam S., Gadag R., West J. i wsp.: Comparison of commercial enzyme immunoassay kits with plaque reduction neutralization test for detection of measles virus antibody. J. Clin. Microbiol., 1995; 33: 811–815
8. Dorigo-Zetsma J., Leverstein-van Hall M., Vreeswijk J. i wsp.: Immune status of health care workers to measles virus: evaluation of protective titers in four measles IgG EIAs. J. Clin. Virol., 2015; 69: 214–218
9. Tischer A., Gassner M., Richard J. i wsp.: Vaccinated students with negative enzyme immunoassay results show positive measles virus-specific antibody levels by immunofluorescence and plaque neutralization tests. J. Clin. Virol., 2007; 38: 204–209
10. Hahne S., Lochlainn L., Burgel N. i wsp.: Measles outbreak among previously immunized healthcare workers, the Netherlands, 2014. J. Infect. Dis., 2016; 14: 1980–1985
11. Jones F., Klein R., Popescu S. i wsp.: Lack of measles transmission to susceptible contact from a health care worker with probable secondary vaccine failure – Maricopa Country, Arizona 2015. MMWR, 2015; 64: 832–833
12. Fibelkorn A., Redd S., Kuhar D.: Measles in healthcare facilities in the United States during the post-elimination era, 2001–2014. Clin. Infect. Dis., 2015; 61: 615–618

Reklama

Napisz do nas

Zadaj pytanie ekspertowi, przyślij ciekawy przypadek, zgłoś absurd, zaproponuj temat dziennikarzom.
Pomóż redagować portal.
Pomóż usprawnić system ochrony zdrowia.

Konferencje i szkolenia

Kraków – 20–21 września 2019 r.: Krakowska Jesień Pediatryczna 2019, szczegółowe informacje »

Warszawa – 11–12 października 2019 r.: Warszawska Jesień Pediatryczna 2019, szczegółowe informacje »

Przegląd badań