Wprowadzenie
Odra jest jedną z najbardziej charakterystycznych klinicznie chorób zakaźnych. Jej rozpoznanie jest szczególnie łatwe u pacjentów wcześniej nieszczepionych oraz z tzw. łańcucha epidemicznego (którzy mieli kontakt z innym chorym na odrę). Z uwagi na to, że Polska uczestniczy w Światowym Programie Eliminacji Odry Światowej Organizacji Zdrowia (WHO), w odróżnieniu od ospy wietrznej (p. Med. Prakt. Szczepienia 4/2018, s. 84–85 – przyp. red.) konieczne jest serologiczne potwierdzenie każdego zachorowania na tę chorobę. Potwierdzenie etiologii jest zasadniczym elementem diagnostyki różnicowej. Odropodobne osutki często obserwuje się w przebiegu reakcji na leki (najczęściej na amoksycylinę) oraz innych chorób o etiologii wirusowej (takich jak różyczka, rumień zakaźny i inne postacie zakażeń parwowirusem B19). Ze względu na zapalne zaczerwienienie spojówek, zajęcie błony śluzowej jamy ustnej, gorączkę i osutkę na pewnym etapie choroby potrzebne może być również różnicowanie z chorobą Kawasakiego.
Diagnostyka serologiczna w przypadku podejrzenia odry oraz w celu potwierdzenia niedawno przebytej choroby
Badanie przeciwciał w klasie IgM
Badanie przeciwciał w klasie IgM jest powszechnie
uznaną metodą potwierdzenia zachorowania
na odrę. Badanie należy wykonać z próbki surowicy
pobranej od pacjenta w okresie osutkowym
lub w ciągu 4–6 tygodni od jej wystąpienia. Powszechnie
dostępne są testy immunoenzymatyczne
(EIA, ELISA). Obecność przeciwciał IgM zależy
od rodzaju kontaktu z wirusem odry. Ich stężenie
powinno być dodatnie u wszystkich osób wcześniej
niezaszczepionych i krótko (4–6 tyg.) po podaniu
pierwszej dawki szczepionki przeciwko odrze. W przypadku zachorowania osób zaszczepionych
obecność przeciwciał w klasie IgM stwierdza się
rzadko, zwykle gdy od szczepienia minęło >10 lat.
U osób nieszczepionych IgM pojawiają się w ciągu 1–4 dni od wystąpienia osutki, osiągają
największe stężenie w 7. dniu, a następnie
zanikają w ciągu 6–8 tygodni. Czułość badania
bardzo zależy od czasu utrzymywania się osutki. W pierwszym dniu jest najmniejsza i wynosi około
70%, w drugim i trzecim dniu 80%, a począwszy
od czwartego dnia, przez cały czas utrzymywania
się zmian na skórze sięga prawie 100%. Jeśli
materiał pobrano przed upływem czwartej doby
od ujawnienia się osutki i uzyskano wynik ujemny,
należy powtórzyć oznaczenie. Wyniki fałszywie
dodatnie uzyskuje się u około 4% chorych na różyczkę
lub z zakażeniem parwowirusem B19, choć
mogą być także fałszywie dodatnie u osób zakażonych
wirusem Epsteina i Barr (EBV), ludzkim
wirusem herpes typu 6 (HSV-6), cytomegalii
(CMV) oraz z dodatnim czynnikiem reumatoidalnym
(RF). Ze względu na możliwość uzyskania
wyniku fałszywie dodatniego, test ten należy zlecać w prawdopodobnych przypadkach oraz w grupach
zwiększonego ryzyka epidemiologicznego.
U osób wcześniej zaszczepionych z podejrzeniem
odry IgM mogą być ujemne, a IgG dodatnie.
Jeżeli w drugim badaniu krwi stężenie IgM mieści
się w zakresie wyników ujemnych lub wątpliwych,
należy się opierać na znamiennym zwiększeniu
stężenia IgG lub wykryciu RNA wirusa w moczu
albo innym materiale. Na podstawie oznaczenia
IgM i IgG we krwi pobranej w ciągu 6–45 dni po
szczepieniu nie można odróżnić zachorowania
od odpowiedzi na szczepienie.
Badanie przeciwciał w klasie IgG
W odróżnieniu od badania przeciwciał w klasie
IgM, przeciwciała w klasie IgG należy oznaczyć
co najmniej w dwóch próbkach surowicy pobranych w odstępie 10–14 dni. U osób, które nigdy
wcześniej nie miały kontaktu z wirusem odry i nie
były szczepione, swoiste przeciwciała pojawiają się
dopiero 7–10 dni po wystąpieniu osutki, uzyskując
największe stężenie 2 tygodnie później. IgG mogą
być niewykrywalne przez 3 tygodnie po szczepieniu
przeciwko odrze.
Przyjmuje się, że o aktualnym zachorowaniu
na odrę świadczy:
- serokonwersja, czyli pierwszy ujemny lub wątpliwy wynik, a drugi dodatni w jakimkolwiek mianie
- 2-krotne zwiększenie stężenia lub 4-krotne zwiększenie miana IgG w próbkach materiału pobranego w odstępie 10–30 dni.
Dodatni wynik badania przeciwciał w klasie IgG już w pierwszej próbce surowicy pobranej w ciągu pierwszego tygodnia obecności osutki wskazuje na wcześniejsze nieudokumentowane szczepienie lub – rzadziej – na wcześniejszy kontakt z dzikim wirusem.
Diagnostyka serologiczna stanu swoistej odporności przeciwko odrze
Stan odporności na odrę można interpretować
wyłącznie na podstawie oceny przeciwciał w klasie
IgG. W praktyce badania takie wykonuje się u osób, co do których chcemy mieć pewność, że nie
zachorują i nie przeniosą dalej zakażenia (np. personel
medyczny), oraz u osób, dla których kontakt z odrą ze względu na stan zdrowia stanowi zwiększone
ryzyko zachorowania i powikłań (np. kobiety w ciąży). Pierwotnym wskazaniem do oznaczenia
przeciwciał w klasie IgG we wszystkich przypadkach
jest brak udokumentowanych szczepień, niepewność
co do przebytego zakażenia naturalnego
lub szczepienie wykonane bardzo dawno temu.
Odporność na odrę ma charakter komórkowy i humoralny. Nie dysponujemy żadnymi komercyjnymi
ani dobrze wystandaryzowanymi metodami
laboratoryjnymi do badania odporności komórkowej.
Stan odporności możemy ocenić pośrednio,
oznaczając miana lub stężenia przeciwciał. Najczulszą i najbardziej swoistą metodą jest wykrywanie
przeciwciał neutralizujących. Obecnie
najczęściej oznacza się je za pomocą testów neutralizacji
PRNT (Plaque Reduction Neutralization
Test), które są dostępne tylko w referencyjnych laboratoriach.
Wszystkie dostępne komercyjne testy
serologiczne nastawione są na wykrywanie zakażeń
aktualnych lub odpowiedzi immunologicznej
po niedawno wykonanym szczepieniu. Diagnostyka
zakażeń u osób wcześniej zaszczepionych oraz w przypadku bardzo dużego odstępu od podania
ostatniej dawki szczepionki może wymagać większej
wiedzy niż zwykła interpretacja wyników.
Wyniki dodatnie (w każdym komercyjnym
teście) z bardzo dużą czułością i swoistością potwierdzają
odporność i pozwalają zrezygnować z dalszego działania (np. poekspozycyjnego podawania
szczepionki, doszczepiania lub profilaktycznego
podania immunoglobulin). W przypadku
uzyskania wyniku z zakresu tzw. szarej strefy
lub uznawanego przez producenta za ujemny,
należy zachować ostrożność. Na podstawie międzynarodowego
standardu przeciwciał przeciwwodorowych w klasie IgG (stężenie podawane
jest w jednostkach międzynarodowych lub mili
jednostkach) z grupy osób z wynikiem ujemnym
lub wątpliwym możemy z dużym prawdopodobieństwem
wyselekcjonować pacjentów odpornych. Stężenie
przeciwciał neutralizujących oznaczanych
metodą PRNT, który chroni przed klinicznym
zakażeniem, wynosi >120 mIU/ml. Pierwotnie
przyjmowano, że wyniki testów immunoenzymatycznych
(EIA, ELISA) są ujemne, gdy stężenie
IgG wynosi <0,15 IU/ml (150 mIU/ml), a dodatnie
dla wartości >0,35 IU/ml (350 mIU/ml). Wyniki
niejednoznaczne mieściły się w szerokim zakresie
stężeń IgG, tj. 150–350 mIU/ml. Rozbieżności w czułości metody EIA i PRNT wykazano w badaniach
oceniających odpowiedź na szczepienie.
Wynikają one z używania innych antygenów w obu
testach. Ponieważ u wszystkich osób, u których w metodzie EIA uzyskano wynik wątpliwy, w metodzie
PRNT stwierdzano obecność ochronnego
stężenia przeciwciał, przyjęto, że wyniki wątpliwe
wynoszące >150 mIU/ml należy traktować jako
dodatnie i ochronne. Dlatego aktualnie w diagnostyce
stanu swoistej odporności przeciwko odrze
za stężenie ochronne przeciwciał IgG w metodzie
EIA przyjmuje się wartości ≥0,15 IU/ml (150 mIU/ml).
Nie zaleca się oznaczania stężenia przeciwciał u osób, u których udokumentowano szczepienie
dwoma dawkami szczepionki przeciwko odrze.
Po zaszczepieniu stężenie przeciwciał z czasem
się zmniejsza i może być mniejsze niż uznawane
za ochronne. U większości osób, które otrzymały
dwie dawki szczepionki przeciwko odrze i u których
nie stwierdza się ochronnego stężenia przeciwciał
IgG w badaniach EIA oraz ELISA, ochronne
stężenie przeciwciał można wykazać w teście
PRNT. Wprawdzie niektóre osoby zaszczepione
dwiema dawkami szczepionki z potwierdzonym
ochronnym stężeniem przeciwciał także mogą
zachorować na odrę, jednak zakażenie przebiega u nich łagodniej, a co więcej, wykazano, że tacy
chorzy nie zarażają osób z kontaktu.
Piśmiennictwo:
1. Helfland R., Heath J., Anderson L. i wsp.: Diagnosis of measles with an IgM capture EIA: the optimal timing specimen collection after rash onset. J. Infect. Dis., 1997; 175: 195–1992. Bellini W., Helfand R.: The challenges and strategies for laboratory diagnosis of measles in an international setting. J. Infect. Dis., 2003; 187 (supl. 1): S283–290
3. Chen R., Markowitz L., Albrecht P. i wsp.: Measles antibody: reevaluation of protective titers. J. Infect. Dis., 1990; 162: 1036–1042
4. WHO Library: The immunological basis for immunization series: module 7: measles–Update 2009
5. Tischer A., Andrews N., Katafos G. i wsp.: Standardization of measles, mumps and rubella assays to enable comparisons of seroprevalence data across 21 European countries and Australia. Epidemiol. Infect., 2007; 135: 787–797
6. Andrews N., Tischer A., Siedler A. i wsp.: Towards elimination: measles susceptibility in Australia and 17 European countries. Bull World Org., 2008; 86: 3
7. Ratnam S., Gadag R., West J. i wsp.: Comparison of commercial enzyme immunoassay kits with plaque reduction neutralization test for detection of measles virus antibody. J. Clin. Microbiol., 1995; 33: 811–815
8. Dorigo-Zetsma J., Leverstein-van Hall M., Vreeswijk J. i wsp.: Immune status of health care workers to measles virus: evaluation of protective titers in four measles IgG EIAs. J. Clin. Virol., 2015; 69: 214–218
9. Tischer A., Gassner M., Richard J. i wsp.: Vaccinated students with negative enzyme immunoassay results show positive measles virus-specific antibody levels by immunofluorescence and plaque neutralization tests. J. Clin. Virol., 2007; 38: 204–209
10. Hahne S., Lochlainn L., Burgel N. i wsp.: Measles outbreak among previously immunized healthcare workers, the Netherlands, 2014. J. Infect. Dis., 2016; 14: 1980–1985
11. Jones F., Klein R., Popescu S. i wsp.: Lack of measles transmission to susceptible contact from a health care worker with probable secondary vaccine failure – Maricopa Country, Arizona 2015. MMWR, 2015; 64: 832–833
12. Fibelkorn A., Redd S., Kuhar D.: Measles in healthcare facilities in the United States during the post-elimination era, 2001–2014. Clin. Infect. Dis., 2015; 61: 615–618